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紫苏中次生代谢物的现代提取分离技术及性质研究
作 者: 胡晓丹
导 师: 刘玉军；王建中
学 校: 北京林业大学
专 业: 植物学
关键词: 紫苏 次生代谢物 花色素苷 黄酮苷 紫苏酮 高速逆流色谱 超声波辅助提取 大孔吸附树脂
分类号: Q946
类 型: 博士论文
年 份: 2008年
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引 用: 2次
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内容摘要
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紫苏是我国传统的药食两用植物，紫苏叶及紫苏籽中含有较多具有活性的次生代谢物。为充分利用紫苏资源，本文对紫苏中花色素苷、黄酮苷、紫苏酮等次生代谢物进行了提取、分离、制备及性质研究，总体处理过程是：以紫苏叶为原料提取得到脂溶性粗提物，进而用高速逆流色谱（HSCCC）从中分离出紫苏酮；提取出脂溶性物质后的紫苏叶残渣，继续作为原料用于提取花色素苷；提取出花色素苷后的紫苏叶残渣，继续作为原料用于提取黄酮苷。主要结论如下：（1）首次建立了一种用HSCCC快速高效地分离紫苏酮的方法体系。以正己烷-乙醇-水（6：5：1，V／V／V）为两相溶剂系统，在流速为1．2mL／min，转速为800r／min时，能在6h内从1．0g紫苏叶脂溶性粗提物中一次分离得到纯度高达98．8％的紫苏酮28．0mg。（2）超声波辅助提取紫苏叶花色素苷的最佳工艺条件为：以6％乙酸为提取溶剂，料液比为1：10（g／mL），在室温（25℃）下经225W超声波提取2次，每次20min。在此条件下，紫苏叶花色素苷的得率为5．95％，粗提物中花色素苷的含量为29．44％。（3）XAD-7树脂精制紫苏叶花色素苷的最佳工艺条件为：上柱液调pH3．0，浓度大于6．5mg／mL，食盐不超过10％，以10BV／h的流速上柱5h，再用大量的0．1％HCl洗脱至洗脱液不含糖类等杂质，将30％乙腈调pH3．0，以2BV／h的流速洗脱4h。在此条件下，紫苏叶花色素苷的得率为4．44％，精制品中花色素苷的含量为78．18％。在室温条件下，流动相为水—乙腈—甲酸（80：15：5，V／V／V），流速为2．5mL／min，检测波长为530nm，200mg精制品可以在半制备型C18柱上制备9．8mg丙二酰基紫苏宁和4．2mg紫苏宁。（4）采用正丁醇-叔丁基甲醚-乙腈-水（2：2：1：5+0．1％TFA，V／V／V／V）为两相溶剂系统，在流速为3．0mL／min，转速为800r／min时，1．0g紫苏叶花色素苷粗提物经过HSCCC一次分离可得到10．1mg丙二酰基紫苏宁和8．6mg紫苏宁，纯度分别为96．7％和97．5％。（5）丙二酰基紫苏宁对低热（<60℃）比较稳定，对高温（>80℃）稳定性较差，但其热稳定性高于紫苏宁；受室内自然光的影响较小，但在紫外光的照射下降解较快；在酸性条件下稳定，主要适用于pH<4的酸性食品；氧气对其降解有一定的促进作用；Vc的氧化褐变会大大降低其稳定性，添加一定量的硫脲，可以提高其稳定性；在50mg／kg的浓度下，Cu2+有一定的增色作用，Na+影响不大，而Mg2+、Zn2+、Ca2+、Fe3+、Al3+降低其残存率，Fe3+使溶液产生沉淀。（6）超声波辅助提取紫苏叶黄酮苷的最佳工艺条件为：以70％乙醇为提取溶剂，料液比为1：20（g／mL），在60℃下经150W超声波提取2次，每次40min。在此条件下，紫苏叶黄酮苷的得率为2．93％，粗提物中黄酮苷的含量为15．46％。（7）AB-8树脂精制紫苏叶黄酮苷的最佳工艺条件为：按100mg／g树脂的上柱量配制20mg／mL的上柱液，上柱后静置30min，用大量的水洗脱至洗脱液近无色，再用3BV的70％乙醇洗脱，流速为2BV／h。在此条件下，紫苏叶黄酮苷的得率为2．15％，精制品中黄酮苷的含量为58．74％。在室温条件下，流动相为水—乙腈—甲酸（86：9：5，V／V／V），流速为2．5mL／min，检测波长为330nm，100mg精制品可以在半制备型C18柱上制备5．6mg木犀草素-7-二葡萄糖苷。当流动相为水—乙腈—甲酸（83：12：5，V／V／V）时，100mg精制品可以制备9．3mg芹菜素-7-二葡萄糖苷。（8）采用氯仿-甲醇-水（8：10：5，V／V／V）为两相溶剂系统，在流速为2．5mL／min，转速为800r／min时，1．0g紫苏叶黄酮苷粗提物经过一次分离可得到7．5mg木犀草素-7-二葡萄糖苷和12．4mg芹菜素-7-二葡萄糖苷，纯度分别为96．4％和99．1％。（9）用不同溶剂提取紫苏叶或紫苏籽皮得到的提取物在紫苏油中都显示出一定的抗氧化活性。紫苏籽皮乙醇提取物具有较高的抗氧化活性，合适的添加量为0．09％，与柠檬酸或甘氨酸复合使用能显著提高抗氧化活性。紫苏叶黄酮苷是有效的抗氧化成分，木犀草素-7-二葡萄糖苷的抗氧化活性优于芹菜素-7-二葡萄糖苷。
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全文目录
摘要 3-5
ABSTRACT 5-8
目录 8-15
1 引言 15-38
1.1 紫苏的研究进展 15-22
1.1.1 紫苏叶的化学成分、药理作用及应用研究现状 15-20
1.1.1.1 紫苏叶的化学成分研究 15-17
1.1.1.2 紫苏叶的药理作用研究 17-19
1.1.1.3 紫苏叶的开发与应用 19-20
1.1.2 紫苏籽的化学成分和应用研究现状 20-22
1.1.2.1 紫苏籽的化学成分研究 20-21
1.1.2.2 紫苏籽的功能与开发 21-22
1.1.3 紫苏其他部位的开发与利用 22
1.1.4 紫苏的研究前景及展望 22
1.2 植物有效成分的提取与分离技术进展 22-27
1.2.1 植物有效成分的提取技术 22-25
1.2.1.1 溶剂提取法 23
1.2.1.2 超临界流体萃取技术 23-24
1.2.1.3 超声波辅助提取法 24
1.2.1.4 微波辅助提取法 24-25
1.2.2 植物有效成分的分离与精制方法 25-27
1.2.2.1 超滤膜分离技术 25
1.2.2.2 大孔树脂吸附法 25-26
1.2.2.3 分子蒸馏技术 26-27
1.2.2.4 絮凝分离技术 27
1.3 高速逆流色谱分离技术 27-35
1.3.1 典型的高速逆流(J-型)色谱原理 28-31
1.3.2 高速逆流色谱设备及操作方法 31
1.3.2.1 高速逆流色谱典型设备 31
1.3.2.2 高速逆流色谱操作方法 31
1.3.3 HSCCC实验体系的选择 31-33
1.3.3.1 溶剂体系选择 32-33
1.3.3.2 HSCCC仪器参数的选择 33
1.3.4 HSCCC实例 33-35
1.3.4.1 分离生物碱类 33
1.3.4.2 黄酮类似物 33
1.3.4.3 萜类 33-34
1.3.4.4 氨基酸、多肽和蛋白质 34
1.3.4.5 无机离子 34
1.3.4.6 合成化合物 34
1.3.4.7 在分析上的应用 34-35
1.3.5 HSCCC研究前景与展望 35
1.4 本论文主要研究目的、意义及技术路线 35-38
1.4.1 研究目的和意义 35-36
1.4.2 研究内容及技术路线 36-38
2 紫苏叶中紫苏酮的HSCCC分离 38-45
2.1 材料与方法 39-40
2.1.1 材料 39
2.1.2 试剂 39
2.1.3 仪器 39
2.1.4 紫苏叶脂溶性粗提物的制备 39
2.1.5 溶剂体系的选择 39-40
2.1.6 两相溶剂系统及样品溶液的制备 40
2.1.7 HSCCC分离过程 40
2.1.8 气相色谱分析条件 40
2.1.9 核磁共振结构确认 40
2.2 结果与分析 40-44
2.2.1 HSCCC分离条件的优化 41-42
2.2.2 纯度分析及结构鉴定 42-44
2.3 结论 44-45
3 紫苏叶中花色素苷的提取与分离 45-76
3.1 材料与方法 46-54
3.1.1 材料 46
3.1.2 试剂 46
3.1.3 仪器 46-47
3.1.4 紫苏叶花色素苷的测定方法实验 47-48
3.1.4.1 分光光度法测定花色素苷总量 47
3.1.4.2 HPLC法及HPLC-ESI-MS法分析花色素苷 47-48
3.1.5 紫苏叶花色素苷的超声波辅助提取试验 48-50
3.1.5.1 提取剂种类对花色素苷得率及组成影响的测定 48-49
3.1.5.2 乙酸浓度对花色素苷得率影响的测定 49
3.1.5.3 提取温度对花色素苷得率影响的测定 49
3.1.5.4 超声波功率对花色素苷得率影响的测定 49
3.1.5.5 料液比对花色素苷得率影响的测定 49
3.1.5.6 提取时间对花色素苷得率影响的测定 49
3.1.5.7 正交试验 49
3.1.5.8 提取次数对花色素苷得率影响的测定 49-50
3.1.5.9 花色素苷的得率及含量 50
3.1.6 紫苏叶花色素苷的精制研究 50-53
3.1.6.1 大孔吸附树脂的预处理 50
3.1.6.2 大孔吸附树脂的筛选 50-51
3.1.6.3 XAD-7树脂的静态吸附和静态解吸试验 51
3.1.6.4 XAD-7树脂的动态吸附和动态解吸试验 51-52
3.1.6.5 花色素苷的得率及含量 52-53
3.1.7 制备型HPLC分离紫苏叶花色素苷单体 53
3.1.7.1 样品制备 53
3.1.7.2 HPLC制备分离条件 53
3.1.7.3 纯度分析及结构鉴定 53
3.1.8 紫苏叶花色素苷单体的HSCCC分离 53-54
3.1.8.1 样品制备 53
3.1.8.2 分配系数的测定 53
3.1.8.3 溶剂体系的选择 53-54
3.1.8.4 两相溶剂系统及样品溶液的制备 54
3.1.8.5 HSCCC分离过程 54
3.1.8.6 纯度分析及结构鉴定 54
3.2 结果与分析 54-73
3.2.1 紫苏叶花色素苷的测定方法 54-56
3.2.1.1 分光光度法测定花色素苷总量 54-55
3.2.1.2 HPLC法及HPLC-ESI-MS法分析花色素苷 55-56
3.2.2 紫苏叶花色素苷的超声波辅助提取 56-62
3.2.2.1 提取剂种类对花色素苷得率及组成的影响 56-57
3.2.2.2 乙酸浓度对花色素苷得率的影响 57
3.2.2.3 提取温度对花色素苷得率的影响 57-58
3.2.2.4 超声波功率对花色素苷得率的影响 58
3.2.2.5 料液比对花色素苷得率的影响 58-59
3.2.2.6 提取时间对花色素苷得率的影响 59
3.2.2.7 正交试验结果 59-61
3.2.2.8 提取次数对花色素苷得率的影响 61-62
3.2.2.9 花色素苷的得率及含量 62
3.2.3 紫苏叶花色素苷的精制研究 62-70
3.2.3.1 大孔吸附树脂的选择 62-63
3.2.3.2 XAD-7树脂的静态吸附和静态解吸试验结果 63-64
3.2.3.3 XAD-7树脂的动态吸附和动态解吸试验结果 64-69
3.2.3.4 花色素苷的得率及含量 69-70
3.2.4 制备型HPLC分离紫苏叶花色素苷单体 70
3.2.5 紫苏叶花色素苷单体的HSCCC分离 70-73
3.2.5.1 HSCCC分离条件的优化 70-72
3.2.5.2 纯度分析及结构鉴定 72-73
3.3 讨论 73-75
3.3.1 紫苏叶花色素苷的测定方法比较 73
3.3.2 提取过程对紫苏叶花色素苷组成的影响 73-74
3.3.3 影响大孔吸附树脂吸附性能的因素 74
3.3.4 分离过程对紫苏叶花色素苷结构的影响 74-75
3.4 结论 75-76
4 丙二酰基紫苏宁的稳定性研究 76-85
4.1 材料与方法 77-78
4.1.1 材料 77
4.1.2 试剂 77
4.1.3 仪器 77
4.1.4 丙二酰基紫苏宁的制备 77
4.1.5 丙二酰基紫苏宁的稳定性试验 77-78
4.1.5.1 温度对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.2 光对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.3 pH值对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.4 氧气对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.5 Vc对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.6 金属离子对丙二酰基紫苏宁稳定性影响的测定 78
4.1.5.7 丙二酰基紫苏宁和紫苏宁的热稳定性比较试验 78
4.2 结果与分析 78-83
4.2.1 温度对丙二酰基紫苏宁稳定性的影响 79
4.2.2 光对丙二酰基紫苏宁稳定性的影响 79
4.2.3 pH值对丙二酰基紫苏宁的影响 79-80
4.2.4 氧气对丙二酰基紫苏宁稳定性的影响 80-81
4.2.5 Vc对丙二酰基紫苏宁稳定性的影响 81
4.2.6 金属离子对丙二酰基紫苏宁稳定性的影响 81-82
4.2.7 丙二酰基紫苏宁和紫苏宁的热稳定性比较 82-83
4.3 讨论 83
4.3.1 pH值对花色素苷稳定性的影响 83
4.3.2 丙二酰基紫苏宁的稳定性 83
4.4 结论 83-85
5 紫苏叶中黄酮苷的提取与分离 85-109
5.1 材料与方法 86-92
5.1.1 材料 86
5.1.2 试剂 86
5.1.3 仪器 86-87
5.1.4 紫苏叶黄酮苷的测定方法试验 87-88
5.1.4.1 分光光度法测定黄酮苷总量 87
5.1.4.2 HPLC-ESI-MS法分析黄酮苷 87-88
5.1.5 紫苏叶黄酮苷的超声波辅助提取试验 88-89
5.1.5.1 乙醇浓度对黄酮苷得率影响的测定 88
5.1.5.2 提取温度对黄酮苷得率影响的测定 88
5.1.5.3 超声波功率对黄酮苷得率影响的测定 88
5.1.5.4 料液比对黄酮苷得率影响的测定 88
5.1.5.5 提取时间对黄酮苷得率影响的测定 88
5.1.5.6 正交试验 88-89
5.1.5.7 提取次数对黄酮苷得率影响的测定 89
5.1.5.8 黄酮苷的得率及含量比较 89
5.1.6 紫苏叶黄酮苷的精制研究 89-91
5.1.6.1 大孔吸附树脂的预处理 89
5.1.6.2 大孔吸附树脂的筛选 89-90
5.1.6.3 AB-8树脂的吸附及解吸性能试验 90
5.1.6.4 紫苏叶黄酮苷的得率及含量 90-91
5.1.7 制备型HPLC分离紫苏叶黄酮苷单体 91
5.1.7.1 样品制备 91
5.1.7.2 HPLC制备分离条件 91
5.1.7.3 纯度分析及结构鉴定 91
5.1.8 紫苏叶黄酮苷单体的HSCCC分离 91-92
5.1.8.1 样品制备 91
5.1.8.2 分配系数的测定 91
5.1.8.3 溶剂体系的选择 91-92
5.1.8.4 两相溶剂系统及样品溶液的制备 92
5.1.8.5 HSCCC分离过程 92
5.1.8.6 纯度分析及结构鉴定 92
5.2 结果与分析 92-107
5.2.1 紫苏叶黄酮苷的测定方法 92-94
5.2.1.1 分光光度法测定黄酮苷总量 92-93
5.2.1.2 HPLC法及HPLC-ESI-MS法分析黄酮苷 93-94
5.2.2 紫苏叶黄酮苷的超声波辅助提取 94-99
5.2.2.1 乙醇浓度对黄酮苷得率的影响 94
5.2.2.2 提取温度对黄酮苷得率的影响 94-95
5.2.2.3 超声波功率对黄酮苷得率的影响 95
5.2.2.4 料液比对黄酮苷得率的影响 95-96
5.2.2.5 提取时间对黄酮苷得率的影响 96
5.2.2.6 正交试验结果 96-98
5.2.2.7 提取次数对黄酮苷得率的影响 98-99
5.2.2.8 黄酮苷的得率及含量比较 99
5.2.3 紫苏叶黄酮苷的精制研究 99-103
5.2.3.1 大孔吸附树脂的选择 99-100
5.2.3.2 AB-8树脂的吸附及解吸性能 100-103
5.2.3.3 紫苏叶黄酮苷的得率及含量 103
5.2.4 制备型HPLC分离紫苏叶黄酮苷单体 103-104
5.2.5 紫苏叶黄酮苷单体的HSCCC分离 104-107
5.2.5.1 HSCCC分离条件的优化 105-106
5.2.5.2 纯度分析及结构鉴定 106-107
5.3 讨论 107-108
5.4 结论 108-109
6 紫苏提取物对紫苏油抗氧化作用的研究 109-116
6.1 材料与方法 109-111
6.1.1 材料 109
6.1.2 试剂 109
6.1.3 仪器 109-110
6.1.4 紫苏油的提取 110
6.1.5 紫苏籽皮提取物的制备 110
6.1.6 紫苏叶提取物的制备 110
6.1.7 紫苏叶黄酮苷精制品及单体的制备 110
6.1.8 紫苏油的抗氧化试验 110-111
6.1.8.1 过氧化值(POV)的测定 110-111
6.1.8.2 不同溶剂紫苏叶及籽皮提取物的抗氧化性能测定 111
6.1.8.3 不同纯度黄酮苷提取物的抗氧化性能测定 111
6.1.8.4 不同浓度紫苏籽皮乙醇提取物的抗氧化性能测定 111
6.1.8.5 紫苏籽皮乙醇提取物复合抗氧化剂的抗氧化性能测定 111
6.2 结果与分析 111-114
6.2.1 不同溶剂紫苏叶及籽皮提取物的抗氧化性能比较 111-112
6.2.2 不同纯度黄酮苷提取物的抗氧化性能比较 112-113
6.2.3 不同浓度紫苏籽皮乙醇提取物的抗氧化性能比较 113-114
6.2.4 紫苏籽皮乙醇提取物复合抗氧化剂的抗氧化性能比较 114
6.3 讨论 114-115
6.4 结论 115-116
7 结论与展望 116-119
参考文献 119-128
个人简介 128-129
导师简介(1) 129-130
导师简介(2) 130-131
获得成果目录清单 131-132
致谢 132
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